参考文献：https://doi.org/10.1038/s41378-025-00938-y
1. 微流体芯片的设计与制备工艺
SDFAST（Self Dilution for Faster Antimicrobial Susceptibility Testing）作为一种新型微流体芯片系统，其核心设计采用了双层 SlipChip 结构，由顶层芯片与底层芯片组成，通过精准对齐实现流体控制。该芯片选用 3mm 厚的聚甲基丙烯酸甲酯（PMMA）作为基材，利用微铣削技术替代传统化学蚀刻工艺，不仅将单套芯片的制备时间缩短至 30 分钟以内，还能通过计算机系统灵活调整加工参数，极大提升了工艺的灵活性。这种加工方式与 MEMS 加工技术中的微纳制造理念相契合，通过 2.5D 盲铣功能定义各组件高度，配合 0.9mm 螺旋钻具与 0.5mm 立铣刀完成 inlet、outlet 及微井结构的加工，最终经去离子水与乙醇清洗实现表面净化。
SDFAST与当前方法（如纸片扩散法）的对比示意图。当前方法的主要缺点之一是检测持续时间长，尤其是培养需要20多个小时。然而，在SDFAST中，培养时间缩短至4 – 6小时，这使得医生能够在一天内快速获得抗生素敏感性试验（AST）结果，并为患者开出相应的抗生素。在该示意图中，展示了SDFAST的一部分，以说明如何进行一种细菌 – 抗生素组合的测试。
在结构设计上，顶层芯片包含体积依次减半的微井阵列，底层芯片则采用恒定体积的纳米壁结构，通过滑动错位实现抗生素的梯度稀释。这种设计巧妙整合了Chip模具的精密制造要求，其 840nL 至 6.563nL 的体积梯度设置，为后续的浓度梯度生成奠定了物理基础。芯片表面经氟烷基硅烷处理形成疏水层，并添加 1% 表面活性剂的 FC-40 溶液实现密封，有效解决了微流体系统中常见的蒸发与泄漏问题，这一工艺与 PDMS 芯片加工中常用的表面修饰技术异曲同工。
2. 微流体芯片的工作原理与核心技术
SDFAST 系统的工作流程分为加载、液滴形成与混合三个关键阶段，完美展现了微流控技术的精准操控特性。在加载阶段，上下芯片对齐形成流体通道，通过微量移液器将细菌悬液与抗生素溶液注入，多余液体经出口排出以平衡压力。这一过程类似于 PDMS 芯片加工中常见的流体灌注操作，但其创新点在于通过单次滑动实现双重功能：推动顶层芯片首先形成独立液滴并断开进出口连接，利用顶层微井的体积梯度完成抗生素的快速自稀释，随后进一步滑动使上下液滴融合，实现细菌与不同浓度抗生素的充分反应。
SDFAST芯片工作原理。a 该装置工作原理示意图。红色代表细菌，绿色代表抗生素。紫色框内部分放大以展示每个步骤的细节，并展示每个步骤中彩色染料图案的照片。3D模型使用Blender 4.1构建。b 环丙沙星（CIP）与鲍曼不动杆菌混合的SDFAST结果示例，采用WST – 8检测法。在\(5th\)纳米孔处观察到颜色强度的突然变化（从无色变为橙色），表明此处为最低抑菌浓度（MIC）。c WST – 8检测法的颜色图案照片
该系统采用水溶性四唑盐 – 8（WST-8）显色法作为检测手段，通过颜色强度变化判断细菌生长状态。当抗生素浓度低于最低抑菌浓度（MIC）时，细菌代谢活动使 WST-8 产生橙色显色反应，这种颜色变化可通过 ImageJ 软件进行量化分析，计算校正后的颜色强度值。实验数据显示，在 4 – 6 小时孵育后，颜色强度会出现 abrupt 变化，这一特征成为 MIC 判断的直观依据，相比传统浊度法更易区分微小浓度差异（≤1μg/mL）的样本。
系统内稀释所涉及的尺寸和孔。a SDFAST设备的照片。该设备由b 顶部芯片和c 底部芯片组成。紫色框突出显示了负责系统内稀释的两排孔，如图(d)所示：顶部芯片由从左到右体积逐渐减小的孔组成，而底部芯片由体积恒定的孔组成。滑动过程中，顶部芯片的孔形成体积逐渐减小的液滴，从而稀释溶液。同时，底部芯片的孔形成体积恒定的液滴。滑动后，两个芯片的液滴合并在一起。这一过程在图(e)中进一步展示，即两个芯片的横截面。相应尺寸列于图(f)。3D模型使用Blender 4.1构建。
在稀释机制上，系统通过公式 C₀Vₙ = CₙVₛ 计算各微井的抗生素浓度，其中 Vₛ 为上下液滴融合后的总体积。以初始浓度 10μg/mL 的抗生素为例，经第一级稀释后浓度降至 5μg/mL，稀释因子 D₁ = 2，通过连续计算可获得 8 个梯度的精确浓度，这一过程无需外部泵阀驱动，完全依赖芯片结构实现自稀释，体现了微流控芯片设计中 “结构即功能” 的核心思想。
3. 在抗菌药敏检测中的应用与性能验证
1) 多菌种检测能力
SDFAST 系统对临床常见致病菌展现出广泛适用性。在模型测试中，针对大肠杆菌（E. coli）、鲍曼不动杆菌（A. baumannii）和肺炎克雷伯菌（K. pneumoniae），分别采用头孢他啶（CTZ）、环丙沙星（CIP）和左氧氟沙星（LVX）进行测试，结果显示其 MIC 值与传统肉汤稀释法的偏差均在 2 倍以内。例如，鲍曼不动杆菌对 CTZ 的 SDFAST 检测值为 55.6μg/mL，而传统方法结果为 62.5 – 125μg/mL，证明该系统对革兰氏阴性菌的检测准确性。
鲍曼不动杆菌（a）、大肠杆菌（b）和肺炎克雷伯菌（c）纳米孔序列中从左至右各孔颜色强度的变化，通过折线图和热图展示。热图中蓝色框所示的突变前的孔代表相应的最低抑菌浓度（MIC）。每种细菌-抗生素组合均进行三次重复试验。
对于葡萄球菌属（包括金黄色葡萄球菌与凝固酶阴性葡萄球菌），系统在 0.19 – 1.5μg/mL 的窄 MIC 范围内仍能保持高精度，16 株已知 MIC 的菌株测试中本质一致性（EA）达到 100%。其中，溶血葡萄球菌 901622 – 2 株的 SDFAST 检测值为 1.56μg/mL，与 E – test 结果 1.5μg/mL 高度吻合，表明其对革兰氏阳性菌同样具有出色的分辨能力。
片上观察到的16种葡萄球菌刺激WST-8颜色模式的热图。每种葡萄球菌 – 万古霉素组合均进行三次重复测试。
2) 临床样本验证
在 51 株临床分离菌的测试中，系统总体本质一致性达到 92%，涵盖葡萄球菌属（MRSA、MRCNS 等）、肠球菌属（VRE 等）及 Nostoc 属等多种微生物。值得注意的是，62.7% 的样本检测值略低于 E – test 结果，这与 E – test 实际操作中倾向于读取椭圆抑菌圈上方数值的习惯有关，而 SDFAST 基于颜色变化的客观判断更接近真实抑菌浓度。这种差异进一步凸显了微流控检测在标准化方面的优势。
4. 微流体芯片技术的优势与未来展望
1) 相比传统方法的突破
与琼脂扩散法、肉汤稀释法等传统 AST 技术相比，SDFAST 系统将检测时间从 16 – 24 小时缩短至 4 – 6 小时，且样本消耗量显著降低，每通道仅需 10 – 20μL 溶液。其颜色 imetric 检测模式无需依赖分光光度计等大型设备，结合智能手机成像与深度学习算法可实现现场快速判读，完美契合 point – of – care testing（POCT）的应用场景。在操作简便性上，通过 Clip 固定与单次滑动即可完成稀释与混合，非专业人员经短期培训即可掌握，克服了传统微流控设备对操作技能的高要求。
2) 技术局限性与改进方向
当前系统存在的主要挑战包括：肠球菌属菌株需要更长孵育时间，推测与微液滴中细菌生长速率降低相关；微型化导致的检测时间延长（宏观 WST – 8 检测仅需 2 – 4 小时）。未来可通过以下改进突破瓶颈：采用虹吸驱动的无泵压力注入系统实现自动化加样；设计推块结构完成芯片自动滑动；集成商用温控模块替代传统培养箱；开发基于智能手机的实时成像与 MIC 计算算法。这些改进思路与器官芯片加工中追求的自动化、集成化理念高度一致。
3) 与其他微流控技术的协同发展
SDFAST 系统的自稀释特性弥补了现有微流控平台的不足。相比依赖扩散的梯度液滴 SlipChip（需 24 小时稀释），其秒级稀释速度大幅提升效率；与集成介电泳的复杂系统相比，简化了操作流程。未来可结合 MEMS 加工中的精密传感技术，开发多参数同步检测芯片；或借鉴 3D 细胞培养芯片的设计理念，构建更接近体内环境的药敏测试模型，进一步拓展其在 antimicrobial resistance（AMR）研究中的应用价值。 微流体芯片技术正通过不断创新推动抗菌药敏检测向快速化、便携化、智能化发展，SDFAST 系统作为其中的典型代表，其结构设计与应用模式为 POCT 领域的微流控器件开发提供了重要参考，有望在遏制抗生素滥用、应对全球 AMR 挑战中发挥关键作用。
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